პოლარიზებული მიკროსკოპია. მიკროორგანიზმების უჯრედშიდა სტრუქტურების ვიზუალიზაცია მსუბუქი მიკროსკოპის გამოყენებით. ფაზის კონტრასტული მიკროსკოპის მეთოდი
![პოლარიზებული მიკროსკოპია. მიკროორგანიზმების უჯრედშიდა სტრუქტურების ვიზუალიზაცია მსუბუქი მიკროსკოპის გამოყენებით. ფაზის კონტრასტული მიკროსკოპის მეთოდი](https://i0.wp.com/meduniver.com/Medical/Microbiology/Img/211.jpg)
პოლარიზაციის მიკროსკოპიასაშუალებას გაძლევთ მიიღოთ უფერული ანიზოტროპული სტრუქტურების სურათები (მაგალითად, კოლაგენის ბოჭკოები, მიოფიბრილები ან მიკრობული უჯრედები). მეთოდის პრინციპი ემყარება ობიექტის შესწავლას შუქზე, რომელიც წარმოიქმნება ორი სხივით პოლარიზებული ურთიერთ პერპენდიკულარულ სიბრტყეებში.
ბრინჯი. 11-4. ფლუორესცენტური მიკროსკოპის დიაგრამა.ინტერფერენციული მიკროსკოპია
ინტერფერენციული მიკროსკოპიააერთიანებს ფაზა-კონტრასტის და პოლარიზაციის მიკროსკოპის პრინციპებს. მეთოდი გამოიყენება შეუღებავი ობიექტების კონტრასტული სამგანზომილებიანი გამოსახულების მისაღებად. მეთოდის პრინციპი ემყარება მიკროსკოპში სინათლის ნაკადის გაყოფას; ერთი სხივი გადის ობიექტზე, მეორე - მის გვერდით. ორივე სხივი დაკავშირებულია ოკულართან და ხელს უშლის ერთმანეთს.
![](https://i0.wp.com/meduniver.com/Medical/Microbiology/Img/211.jpg)
ფლუორესცენტური მიკროსკოპია
ფლუორესცენტული მიკროსკოპის მეთოდიმოკლე ტალღის გამოსხივების ზემოქმედებისას ზოგიერთი ნივთიერების ანათების უნარზე დაყრდნობით. ამ შემთხვევაში, გამოსხივებული სინათლის ტალღები უფრო გრძელია ვიდრე ტალღა, რომელიც იწვევს ბზინვარებას. სხვა სიტყვებით რომ ვთქვათ, ფლუორესცენტური ობიექტები შთანთქავენ ერთი ტალღის სიგრძის სინათლეს და ასხივებენ შუქს სპექტრის სხვა რეგიონში (სურ. 11-4). მაგალითად, თუ ინდუქციური გამოსხივება ლურჯია, მაშინ გამოსხივება შეიძლება იყოს წითელი ან ყვითელი. ეს ნივთიერებები (ფლუორესცეინის იზოციანატი, აკრიდინის ფორთოხალი, როდამინი და ა.შ.) გამოიყენება ფლუორესცენტულ საღებავებად ფლუორესცენტურ (ლუმინესცენტურ) ობიექტებზე დასაკვირვებლად. ფლუორესცენტულ მიკროსკოპში წყაროდან (ულტრა მაღალი წნევის ვერცხლისწყლის ნათურა) სინათლე გადის ორ ფილტრში.
![](https://i2.wp.com/meduniver.com/Medical/Microbiology/Img/212.jpg)
პირველი (ლურჯი) ფილტრიიჭერს შუქს ნიმუშის წინ და გადასცემს ტალღის სიგრძის შუქს, რომელიც აღძრავს ნიმუშის ფლუორესცენციას. მეორე (ყვითელი) ბლოკავს ლურჯ შუქს, მაგრამ გადასცემს ყვითელ, წითელ, მწვანე შუქს, რომელსაც ასხივებს ფლუორესცენტური ობიექტი და აღიქმება თვალით. როგორც წესი, შესწავლილი მიკროორგანიზმები შეღებილია უშუალოდ ან AT ან ფტოროქრომებით მარკირებული ლექტინების გამოყენებით. წამლები ურთიერთქმედებენ Ag ან ობიექტის სხვა ლიგანდის დამაკავშირებელ სტრუქტურებთან. ფლუორესცენტური მიკროსკოპიაიპოვა ფართო გამოყენება იმუნოქიმიური რეაქციების შედეგების ვიზუალიზაციისთვის, რომელიც დაფუძნებულია ფლუორესცენტური საღებავებით ეტიკეტირებული AT-ის სპეციფიკური ურთიერთქმედების საფუძველზე შესწავლილი ობიექტის Ag-თან. Პარამეტრები იმუნოფლუორესცენტური რეაქციებიწარმოდგენილია ნახ. 11-5 და 11-6.
თქვენი კარგი სამუშაოს გაგზავნა ცოდნის ბაზაში მარტივია. გამოიყენეთ ქვემოთ მოცემული ფორმა
სტუდენტები, კურსდამთავრებულები, ახალგაზრდა მეცნიერები, რომლებიც იყენებენ ცოდნის ბაზას სწავლასა და მუშაობაში, ძალიან მადლობლები იქნებიან თქვენი.
გამოქვეყნდა http://www.allbest.ru/
შესავალი
სინათლის მიკროსკოპია
ელექტრონული მიკროსკოპია
პოლარიზაციის მიკროსკოპია
დანართი 1
სინათლის მიკროსკოპია
სინათლის მიკროსკოპია არის უძველესი და ამავე დროს ერთ-ერთი ყველაზე გავრცელებული მეთოდი მცენარეთა და ცხოველთა უჯრედების შესწავლისა და შესწავლისთვის. ვარაუდობენ, რომ უჯრედების შესწავლის დასაწყისი სწორედ მსუბუქი ოპტიკური მიკროსკოპის გამოგონება იყო. სინათლის მიკროსკოპის მთავარი მახასიათებელია სინათლის მიკროსკოპის გარჩევადობა, რომელიც განისაზღვრება სინათლის ტალღის სიგრძით. სინათლის მიკროსკოპის გარჩევადობის ზღვარი განისაზღვრება სინათლის ტალღის სიგრძით; ოპტიკური მიკროსკოპი გამოიყენება სტრუქტურების შესასწავლად, რომლებსაც აქვთ მინიმალური ზომები სინათლის გამოსხივების ტალღის სიგრძის ტოლი. ბევრი შემადგენელი უჯრედი მსგავსია ოპტიკური სიმკვრივით და საჭიროებს წინასწარ დამუშავებას მიკროკოპირებამდე, წინააღმდეგ შემთხვევაში ისინი პრაქტიკულად უხილავია ჩვეულებრივი სინათლის მიკროსკოპით. მათი ხილვადობის მიზნით გამოიყენება სხვადასხვა შერჩევითი საღებავები. შერჩევითი საღებავების გამოყენებით შესაძლებელი ხდება უჯრედის შიდა სტრუქტურის უფრო დეტალურად შესწავლა.
Მაგალითად:
ჰემატოქსილინის საღებავი აფერადებს ბირთვის ზოგიერთ კომპონენტს ლურჯი ან იისფერი;
ფლოროგლუცინოლით და შემდეგ მარილმჟავით თანმიმდევრული დამუშავების შემდეგ ლიგნიფიცირებული უჯრედის გარსები ალუბლისფერი ხდება;
სუდან III საღებავი ვარდისფრად აფერადებს უჯრედულ მემბრანებს;
კალიუმის იოდიდში იოდის სუსტი ხსნარი სახამებლის მარცვლებს ლურჯ აქცევს“.
მიკროსკოპული გამოკვლევების ჩატარებისას ქსოვილების უმეტესობა ფიქსირდება შეღებვამდე.
მას შემდეგ რაც ფიქსირდება, უჯრედები საღებავებისთვის გამტარი ხდება და უჯრედის სტრუქტურა სტაბილიზდება. ბოტანიკაში ერთ-ერთი ყველაზე გავრცელებული ფიქსატორი არის ეთილის სპირტი.
მიკროკოპირებისთვის პრეპარატის მომზადების დროს მიკროტომაზე კეთდება თხელი სექციები (დანართი 1, სურ. 1). ეს მოწყობილობა იყენებს პურის საჭრელ პრინციპს. ოდნავ სქელი სექციები მზადდება მცენარეული ქსოვილებისთვის, ვიდრე ცხოველური ქსოვილებისთვის, რადგან მცენარეთა უჯრედები შედარებით დიდია. მცენარეული ქსოვილის მონაკვეთების სისქე - 10 მიკრონი - 20 მიკრონი. ზოგიერთი ქსოვილი ზედმეტად რბილია, რომ დაუყოვნებლივ მოიჭრას. ამიტომ ფიქსაციის შემდეგ მათ ასხამენ გამდნარ პარაფინში ან სპეციალურ ფისში, რომელიც აჯერებს მთელ ქსოვილს. გაგრილების შემდეგ წარმოიქმნება მყარი ბლოკი, რომელიც შემდეგ იჭრება მიკროტომის გამოყენებით. ეს აიხსნება იმით, რომ მცენარეთა უჯრედებს აქვთ ძლიერი უჯრედის კედლები, რომლებიც ქმნიან ქსოვილის ჩარჩოს. განსაკუთრებით ძლიერია ლიგნიფიცირებული ჭურვები.
მომზადების დროს შიგთავსის გამოყენებისას ჭრილობა ემუქრება უჯრედის სტრუქტურის დაზიანების რისკს, ამის თავიდან ასაცილებლად გამოიყენეთ სწრაფი გაყინვის მეთოდი. ამ მეთოდის გამოყენებისას შეგიძლიათ გააკეთოთ ფიქსაციისა და შევსების გარეშე. გაყინული ქსოვილი იჭრება სპეციალური მიკროტომის - კრიოტომის გამოყენებით (დანართი 1, სურ. 2).
გაყინული მონაკვეთები უკეთ ინარჩუნებენ ბუნებრივ სტრუქტურულ მახასიათებლებს. თუმცა, მათი მომზადება უფრო რთულია და ყინულის კრისტალების არსებობა ანადგურებს ზოგიერთ დეტალს.
ფაზა-კონტრასტი (დანართი 1, სურ. 3) და ინტერფერენციული მიკროსკოპები (დანართი 1, სურ. 4) საშუალებას გაძლევთ შეისწავლოთ ცოცხალი უჯრედები მიკროსკოპის ქვეშ მათი სტრუქტურის დეტალების მკაფიო გამოვლინებით. ეს მიკროსკოპები იყენებენ სინათლის ტალღების 2 სხივს, რომლებიც ურთიერთქმედებენ (ზედმეტად) ერთმანეთზე, ზრდიან ან ამცირებენ ტალღების ამპლიტუდას, რომლებიც შედიან უჯრედის სხვადასხვა კომპონენტიდან თვალში.
სინათლის მიკროსკოპია რამდენიმე სახეობაა.
ნათელი ველის მეთოდი და მისი ჯიშები
გადაცემული სინათლის ველის მეთოდიგამოიყენება სინათლის შთამნთქმელი ნაწილაკებისა და დეტალების შემცველი გამჭვირვალე პრეპარატების შესასწავლად (ცხოველური და მცენარეული ქსოვილების თხელი ფერის სექციები, მინერალების თხელი სექციები). პრეპარატის არარსებობის შემთხვევაში, კონდენსატორიდან სინათლის სხივი, რომელიც გადის ლინზაში, წარმოქმნის ერთნაირად განათებულ ველს თვალის ფოკუსური სიბრტყის მახლობლად. თუ პრეპარატში არის შთამნთქმელი ელემენტი, ხდება მასზე შუქის ნაწილობრივი შეწოვა და ნაწილობრივი გაფანტვა, რაც იწვევს გამოსახულების გარეგნობას. ასევე შესაძლებელია მეთოდის გამოყენება არაშთანთქმელ ობიექტებზე დაკვირვებისას, ოღონდ იმ შემთხვევაში, თუ ისინი ისე ძლიერად გაფანტავენ განათებულ სხივს, რომ მისი მნიშვნელოვანი ნაწილი ობიექტივში არ მოხვდება.
ირიბი განათების მეთოდი- წინა მეთოდის ვარიაცია. მათ შორის განსხვავება ისაა, რომ სინათლე მიმართულია ობიექტზე დაკვირვების მიმართულების დიდი კუთხით. ზოგჯერ ეს ხელს უწყობს ობიექტის "რელიეფის" გამოვლენას ჩრდილების წარმოქმნის გამო.
ნათელი ველის მეთოდი არეკლილი სინათლეშიგამოიყენება სინათლის ამრეკლავი გაუმჭვირვალე ობიექტების შესწავლისას, როგორიცაა ლითონების ან მადნების თხელი მონაკვეთები. პრეპარატი განათებულია (ილუმინატორიდან და გამჭვირვალე სარკედან) ზემოდან, ლინზის მეშვეობით, რომელიც ერთდროულად ასრულებს კონდენსატორის როლს. ლინზის მიერ სიბრტყეში შექმნილ სურათზე მილის ლინზასთან ერთად პრეპარატის სტრუქტურა ჩანს მისი ელემენტების არეკვლის სხვაობის გამო; ნათელ ველში ასევე გამოირჩევა არაჰომოგენურობები, რომლებიც მათზე აფანტავს შუქს.
ბნელი ველის მეთოდი და მისი ვარიაციები
გადაცემული სინათლის მუქი ველის მეთოდიგამოიყენება გამჭვირვალე, არაშთამნთქმელი ობიექტების გამოსახულების მისაღებად, რომლებიც არ ჩანს ნათელი ველის მეთოდით. ხშირად ეს ბიოლოგიური ობიექტებია. ილუმინატორიდან და სარკედან შუქი მიმართულია პრეპარატზე სპეციალურად შექმნილი კონდენსატორით - ე.წ. მუქი ველის კონდენსატორი. კონდენსატორიდან გასვლისას სინათლის სხივების ძირითადი ნაწილი, რომელიც არ იცვლიდა მიმართულებას გამჭვირვალე პრეპარატში გავლისას, ქმნის სხივს ღრუ კონუსის სახით და არ შედის ლინზაში (რომელიც მდებარეობს ამ კონუსის შიგნით). . მიკროსკოპში გამოსახულება იქმნება სხივების მხოლოდ მცირე ნაწილის გამოყენებით, რომელიც მიმოფანტულია წამლის მიკრონაწილაკებით, რომლებიც მდებარეობს სლაიდზე კონუსში და გადის ლინზაში. მხედველობის ველში მუქი ფონზე ჩანს წამლის სტრუქტურული ელემენტების მსუბუქი გამოსახულებები, რომლებიც განსხვავდებიან მიმდებარე გარემოსგან მათი რეფრაქციული ინდექსით. დიდ ნაწილაკებს აქვთ მხოლოდ ნათელი კიდეები, რომლებიც ფანტავს სინათლის სხივებს. ამ მეთოდის გამოყენებით შეუძლებელია გამოსახულების გარეგნულად დადგენა, არის თუ არა ნაწილაკები გამჭვირვალე თუ გაუმჭვირვალე, აქვთ თუ არა მათ უფრო მაღალი ან დაბალი რეფრაქციული ინდექსი გარემომცველ გარემოსთან შედარებით.
ელექტრონული მიკროსკოპია
პირველი ელექტრონული მიკროსკოპი 1931 წელს ააგეს კნოლმა და რუსკამ გერმანიაში. მხოლოდ 50-იან წლებში შემუშავდა საჭირო თვისებების მქონე სექციების წარმოების მეთოდები.
ელექტრონული მიკროსკოპის სირთულე იმაში მდგომარეობს, რომ ბიოლოგიური ნიმუშების შესასწავლად აუცილებელია პრეპარატების სპეციალური დამუშავება.
პირველი სირთულე ის არის, რომ ელექტრონებს აქვთ ძალიან შეზღუდული შეღწევის ძალა, ამიტომ უნდა მომზადდეს ულტრა თხელი სექციები, 50-100 ნმ სისქით. ასეთი თხელი სექციების მისაღებად ქსოვილი ჯერ ფისით არის გაჟღენთილი: ფისი პოლიმერიზდება მყარი პლასტმასის ბლოკად. შემდეგ ბასრი შუშის ან ბრილიანტის დანის გამოყენებით სექციები იჭრება სპეციალურ მიკროტომაზე.
არის კიდევ ერთი სირთულე: როდესაც ელექტრონები ბიოლოგიურ ქსოვილში გადიან, კონტრასტული გამოსახულება არ მიიღება. კონტრასტის მისაღებად ბიოლოგიური ნიმუშების თხელი მონაკვეთები გაჟღენთილია მძიმე მეტალების მარილებით.
არსებობს ელექტრონული მიკროსკოპის ორი ძირითადი ტიპი. გადაცემის (გადაცემის) მიკროსკოპში ელექტრონების სხივი, რომელიც გადის სპეციალურად მომზადებულ ნიმუშს, ტოვებს თავის გამოსახულებას ეკრანზე. თანამედროვე გადამცემი ელექტრონული მიკროსკოპის გარჩევადობა თითქმის 400-ჯერ აღემატება სინათლის გარჩევადობას. ამ მიკროსკოპებს აქვთ გარჩევადობა დაახლოებით 0,5 ნმ.
მიუხედავად ასეთი მაღალი გარჩევადობისა, გადამცემ ელექტრონულ მიკროსკოპებს აქვთ მნიშვნელოვანი უარყოფითი მხარეები:
თქვენ უნდა იმუშაოთ ფიქსირებულ მასალებთან;
ეკრანზე გამოსახულება არის ორგანზომილებიანი (ბრტყელი);
მძიმე ლითონებით დამუშავებისას ზოგიერთი ფიჭური სტრუქტურა ნადგურდება და იცვლება.
სამგანზომილებიანი (მოცულობითი) გამოსახულება მიიღება სკანირების ელექტრონული მიკროსკოპის (EM) გამოყენებით. აქ სხივი არ გადის ნიმუშში, მაგრამ აისახება მისი ზედაპირიდან.
ტესტის ნიმუშს ამაგრებენ და აშრობენ, რის შემდეგაც მას აფარებენ ლითონის თხელი ფენით, ოპერაციას, რომელსაც ეწოდება დაჩრდილვა (ნიმუში დაჩრდილულია).
EM სკანირებისას ფოკუსირებული ელექტრონული სხივი მიმართულია ნიმუშზე (ნიმუში დასკანირებულია). შედეგად, ნიმუშის ლითონის ზედაპირი ასხივებს დაბალი ენერგიის მეორად ელექტრონებს. ისინი ჩაიწერება და გარდაიქმნება სურათად ტელევიზორის ეკრანზე. სკანირების მიკროსკოპის მაქსიმალური გარჩევადობა მცირეა, დაახლოებით 10 ნმ, მაგრამ გამოსახულება სამგანზომილებიანია.
ელექტრონული მიკროსკოპის სახეები:
ამპლიტუდის ელექტრონული მიკროსკოპია- ამპლიტუდური ელექტრონული მიკროსკოპის მეთოდები შეიძლება გამოყენებულ იქნას ამორფული და სხვა სხეულების გამოსახულების დასამუშავებლად (რომელთა ნაწილაკების ზომები უფრო მცირეა, ვიდრე ელექტრონულ მიკროსკოპში ამოღებული მანძილი), რომლებიც ელექტრონებს დიფუზურად ფანტავს. გადამცემ ელექტრონულ მიკროსკოპში, მაგალითად, გამოსახულების კონტრასტი, ანუ ობიექტის მეზობელი უბნების გამოსახულების სიკაშკაშის განსხვავება, პირველი მიახლოებით პროპორციულია ამ უბნების სისქეში.
ფაზის ელექტრონული მიკროსკოპია- რეგულარული სტრუქტურის მქონე კრისტალური სხეულების გამოსახულების კონტრასტის გამოსათვლელად, ასევე საპირისპირო პრობლემის გადასაჭრელად - ობიექტის სტრუქტურის გამოთვლა დაკვირვებული გამოსახულების მიხედვით - გამოიყენება ფაზური ელექტრონული მიკროსკოპის მეთოდები. განხილულია ელექტრონის ტალღის დიფრაქციის პრობლემა კრისტალურ გისოსზე, რომლის გადაწყვეტაში დამატებით გათვალისწინებულია ელექტრონების არაელასტიური ურთიერთქმედება ობიექტთან: გაფანტვა პლაზმით, ფონონებით და ა.შ. მიიღება ელექტრონული მიკროსკოპები, ცალკეული მოლეკულების ან მძიმე ელემენტების ატომების გამოსახულებები. ფაზური ელექტრონული მიკროსკოპის მეთოდების გამოყენებით შესაძლებელია სურათებიდან კრისტალების და ბიოლოგიური მაკრომოლეკულების სამგანზომილებიანი სტრუქტურის რეკონსტრუქცია.
რაოდენობრივი ელექტრონული მიკროსკოპიარაოდენობრივი ელექტრონული მიკროსკოპის მეთოდები არის შესწავლილი ნიმუშის ან პროცესის სხვადასხვა პარამეტრის ზუსტი გაზომვა, მაგალითად, ადგილობრივი ელექტრული პოტენციალების გაზომვა, მაგნიტური ველები, ზედაპირის რელიეფის მიკროგეომეტრია და ა.შ.
ლორენცის ელექტრონული მიკროსკოპია- ლორენცის ელექტრონული მიკროსკოპის კვლევის ველი, რომელშიც ლორენცის ძალით გამოწვეული ფენომენები შეისწავლება, არის შიდა მაგნიტური და ელექტრული ველები ან გარე მაწანწალა ველები, მაგალითად, მაგნიტური დომენების ველები თხელ ფენებში, ფეროელექტრული დომენები, თავების ველები. ინფორმაციის მაგნიტური ჩაწერისთვის და ა.შ.
პოლარიზაციის მიკროსკოპია
პოლარიზაციის მიკროსკოპიაარის პოლარიზებულ შუქზე დაკვირვების მეთოდი ოპტიკურად ანიზოტროპული ელემენტების შემცველი პრეპარატების მიკროსკოპული გამოკვლევისთვის (ან მთლიანად ასეთი ელემენტებისაგან შედგება). ეს მოიცავს ბევრ მინერალს, მარცვლებს შენადნობების თხელ მონაკვეთებში, ზოგიერთ ცხოველურ და მცენარეულ ქსოვილს და ა.შ. დაკვირვება შეიძლება განხორციელდეს როგორც გადაცემული, ასევე არეკლილი სინათლეზე. ილუმინატორის მიერ გამოსხივებული შუქი გადის პოლარიზატორის მეშვეობით. მასზე გადაცემული პოლარიზაცია იცვლება სინათლის შემდგომი გავლისას პრეპარატში (ან მისგან ასახვას). ეს ცვლილებები შესწავლილია ანალიზატორისა და სხვადასხვა ოპტიკური კომპენსატორების გამოყენებით. ასეთი ცვლილებების გაანალიზებით შეიძლება ვიმსჯელოთ ანიზოტროპული მიკროობიექტების ძირითად ოპტიკურ მახასიათებლებზე: ორმხრივი შეფერხების სიძლიერე, ოპტიკური ღერძების რაოდენობა და მათი ორიენტაცია, პოლარიზაციის სიბრტყის ბრუნვა და დიქროიზმი.
ფაზის კონტრასტის მეთოდი
მეთოდი ფაზის კონტრასტიდა მისი მრავალფეროვნება - ე.წ. მეთოდი "ანოპტრალი" კონტრასტიშექმნილია გამჭვირვალე და უფერო ობიექტების გამოსახულების მისაღებად, რომლებიც უხილავია ნათელი ველის მეთოდით დაკვირვებისას. მათ შორისაა, მაგალითად, ცოცხალი შეუღებავი ცხოველური ქსოვილები. მეთოდის არსი იმაში მდგომარეობს, რომ პრეპარატის სხვადასხვა ელემენტების რეფრაქციულ მაჩვენებლებში ძალიან მცირე განსხვავებების შემთხვევაშიც კი, მათში გამავალი სინათლის ტალღა განიცდის ფაზაში განსხვავებულ ცვლილებებს (იძენს ე.წ. ფაზურ რელიეფს). ეს ფაზური ცვლილებები, რომლებიც არ აღიქმება უშუალოდ არც თვალით და არც ფოტოგრაფიული ფირფიტით, სპეციალური ოპტიკური მოწყობილობის დახმარებით გარდაიქმნება სინათლის ტალღის ამპლიტუდის ცვლილებებში, ანუ სიკაშკაშის ცვლილებებში („ამპლიტუდის რელიეფი“). უკვე თვალით ხილული ან ფოტომგრძნობიარე შრეზე დაფიქსირებული. სხვა სიტყვებით რომ ვთქვათ, შედეგად ხილულ სურათში, სიკაშკაშის განაწილება (ამპლიტუდა) ასახავს ფაზის რელიეფს. ამ გზით მიღებულ გამოსახულებას ფაზა-კონტრასტი ეწოდება.
მეთოდის ტიპიური ოპერაციული დიაგრამა: კონდენსატორის წინა ფოკუსში დამონტაჟებულია დიაფრაგმის დიაფრაგმა, რომლის ხვრელს აქვს რგოლის ფორმა. მისი გამოსახულება ჩნდება ლინზის უკანა ფოკუსის მახლობლად და ე.წ. ფაზური ფირფიტა, რომლის ზედაპირზე არის რგოლისებური გამონაყარი ან რგოლოვანი ღარი, რომელსაც ეწოდება ფაზის რგოლი. ფაზის ფირფიტა ყოველთვის არ არის განთავსებული ლინზების ფოკუსში - ხშირად ფაზის რგოლი გამოიყენება უშუალოდ ერთ-ერთი ობიექტივი ლინზის ზედაპირზე.
ნებისმიერ შემთხვევაში, ილუმინატორის სხივები, რომლებიც არ არის გადახრილი პრეპარატში, რაც იძლევა დიაფრაგმის გამოსახულებას, მთლიანად უნდა გაიაროს ფაზის რგოლში, რაც მნიშვნელოვნად ასუსტებს მათ (ის ხდება შთამნთქმელი) და ცვლის მათ ფაზას l/4-ით. (l არის სინათლის ტალღის სიგრძე). და სხივები, თუნდაც ოდნავ გადახრილი (გაფანტული) მომზადებაში, გადის ფაზის ფირფიტაზე, გვერდის ავლით ფაზის რგოლს და არ განიცდის დამატებით ფაზურ ცვლას.
მოსამზადებელ მასალაში ფაზური ცვლის გათვალისწინებით, მთლიანი ფაზური სხვაობა გადახრილ და არაგადახრილ სხივებს შორის არის 0-თან ან ლ/2-თან და პრეპარატის გამოსახულების სიბრტყეში სინათლის ჩარევის შედეგად ისინი. შესამჩნევად აძლიერებენ ან ასუსტებენ ერთმანეთს, რაც იძლევა პრეპარატის სტრუქტურის კონტრასტულ გამოსახულებას. გადახრილ სხივებს აქვთ მნიშვნელოვნად დაბალი ამპლიტუდა არაგადახრილებთან შედარებით, შესაბამისად, ფაზის რგოლში მთავარი სხივის შესუსტება, ამპლიტუდის მნიშვნელობების ერთმანეთთან დაახლოება, ასევე იწვევს გამოსახულების უფრო დიდ კონტრასტს.
მეთოდი შესაძლებელს ხდის განასხვავოს მცირე სტრუქტურული ელემენტები, რომლებიც უკიდურესად დაბალი კონტრასტია ნათელი ველის მეთოდში. გამჭვირვალე ნაწილაკები, რომლებიც შედარებით მცირე ზომისაა, ფანტავენ სინათლის სხივებს ისეთი მცირე კუთხით, რომ ეს სხივები გადის ფაზის რგოლში გადახრილებთან ერთად. ასეთი ნაწილაკებისთვის ფაზა-კონტრასტის ეფექტი ხდება მხოლოდ მათ კონტურებთან ახლოს, სადაც ხდება ძლიერი გაფანტვა.
ინფრაწითელი დაკვირვების მეთოდი
მეთოდი დაკვირვებები ინფრაწითელში(IR) სხივები ასევე მოითხოვს თვალისთვის უხილავი გამოსახულების ხილულ სურათად გადაქცევას ფოტოგრაფიის ან ელექტრონულ-ოპტიკური გადამყვანის გამოყენებით. IR მიკროსკოპია შესაძლებელს ხდის ხილულ შუქზე გაუმჭვირვალე ობიექტების შიდა სტრუქტურის შესწავლას, როგორიცაა მუქი სათვალეები, ზოგიერთი კრისტალები და მინერალები და ა.შ.
ულტრაიისფერი დაკვირვების მეთოდი
მეთოდი დაკვირვებები ულტრაიისფერ (UV) სხივებზეშესაძლებელს ხდის მიკროსკოპის მაქსიმალური გარჩევადობის გაზრდას. მეთოდის მთავარი უპირატესობა ის არის, რომ მრავალი ნივთიერების ნაწილაკები, გამჭვირვალე ხილულ სინათლეში, ძლიერად შთანთქავენ გარკვეული ტალღის სიგრძის ულტრაიისფერ გამოსხივებას და, შესაბამისად, ადვილად გამოირჩევიან ულტრაიისფერი გამოსახულებებით. მცენარეთა და ცხოველურ უჯრედებში შემავალ ბევრ ნივთიერებას (პურინის ფუძეები, პირიმიდინის ფუძეები, ვიტამინების უმეტესობა, არომატული ამინომჟავები, ზოგიერთი ლიპიდი, თიროქსინი და ა.
ვინაიდან ულტრაიისფერი სხივები უხილავია ადამიანის თვალისთვის, ულტრაიისფერი მიკროსკოპით გამოსახულებები იწერება ფოტოგრაფიულად ან ელექტრონულ-ოპტიკური გადამყვანის ან ფლუორესცენტური ეკრანის გამოყენებით. პრეპარატი გადაღებულია UV სპექტრის სამ ტალღის სიგრძეში. თითოეული მიღებული ნეგატივი ანათებს ხილული შუქის სპეციფიკური ფერით (მაგალითად, ლურჯი, მწვანე და წითელი) და ისინი ყველა ერთდროულად პროეცირდება ერთ ეკრანზე. შედეგი არის ობიექტის ფერადი გამოსახულება ჩვეულებრივი ფერებით, რაც დამოკიდებულია პრეპარატის შთანთქმის შესაძლებლობებზე ულტრაიისფერ შუქზე.
მიკროფოტოგრაფია და მიკროკინო- ეს არის სურათების მიღება ფოტომგრძნობიარე ფენებზე მიკროსკოპის გამოყენებით. ეს მეთოდი ფართოდ გამოიყენება მიკროსკოპული გამოკვლევის ყველა სხვა მეთოდთან ერთად. მიკროფოტოგრაფიისა და მიკროკინოსთვის საჭიროა მიკროსკოპის ოპტიკური სისტემის გარკვეული რესტრუქტურიზაცია - განსხვავდება ოკულარული ფოკუსირების ვიზუალური დაკვირვებისგან ლინზის მიერ მოცემულ სურათთან შედარებით. მიკროფოტოგრაფია აუცილებელია კვლევის დოკუმენტირებისას, თვალისთვის უხილავი UV და IR სხივების ობიექტების შესწავლისას (იხ. ზემოთ), ისევე როგორც ობიექტების დაბალი ლუმინესცენციის ინტენსივობით. მიკროფილმის ფოტოგრაფია შეუცვლელია დროთა განმავლობაში განვითარებული პროცესების შესწავლისას (ქსოვილოვანი უჯრედების და მიკროორგანიზმების სასიცოცხლო აქტივობა, კრისტალების ზრდა, მარტივი ქიმიური რეაქციების წარმოქმნა და ა.შ.).
ჩარევის კონტრასტის მეთოდი
ჩარევის კონტრასტის მეთოდი (ინტერფერენციული მიკროსკოპია) შედგება თითოეული სხივის გაყოფისგან, როდესაც ის შედის მიკროსკოპში. ერთ-ერთი მიღებული სხივი მიმართულია დაკვირვებული ნაწილაკების მეშვეობით, მეორე - მის გვერდით მიკროსკოპის იგივე ან დამატებითი ოპტიკური ტოტის გასწვრივ. მიკროსკოპის ოკულარულ ნაწილში ორივე სხივი ისევ დაკავშირებულია და ერთმანეთს ერევა. კონდენსატორი და ლინზა აღჭურვილია ორმხრივი გამანადგურებელი ფირფიტებით, რომელთაგან პირველი ყოფს ორიგინალური სინათლის სხივს ორ სხივად, ხოლო მეორე აერთიანებს მათ. ერთ-ერთი სხივი, რომელიც გადის ობიექტზე, ფაზაში შეფერხებულია (შეიპოვებს ბილიკის განსხვავებას მეორე სხივთან შედარებით). ამ შეფერხების სიდიდე იზომება კომპენსატორით. ეს მეთოდი შესაძლებელს ხდის გამჭვირვალე და უფერო ობიექტებზე დაკვირვებას, მაგრამ მათი გამოსახულებები ასევე შეიძლება იყოს მრავალფეროვანი (ინტერფერენტული ფერები). ეს მეთოდი შესაფერისია ცოცხალი ქსოვილებისა და უჯრედების შესასწავლად და ხშირ შემთხვევაში გამოიყენება ამ მიზნით. ჩარევის კონტრასტის მეთოდი ხშირად გამოიყენება მიკროსკოპის სხვა მეთოდებთან ერთად, განსაკუთრებით პოლარიზებულ შუქზე დაკვირვებასთან ერთად. მისი გამოყენება ულტრაიისფერ მიკროსკოპასთან ერთად შესაძლებელს ხდის, მაგალითად, განისაზღვროს ნუკლეინის მჟავების შემცველობა საგნის მთლიან მშრალ მასაში.
კვლევის მეთოდი ლუმინესცენციის სინათლეში
მეთოდი სწავლობს ლუმინესცენციის შუქზეშედგება მიკროსკოპის ქვეშ დაკვირვებისგან მიკრო-ობიექტების მწვანე-ნარინჯისფერ ნათებაზე, რაც ხდება მაშინ, როდესაც ისინი განათებულნი არიან ლურჯ-იისფერი შუქით ან თვალისთვის უხილავი ულტრაიისფერი სხივებით. ორი სინათლის ფილტრი შედის მიკროსკოპის ოპტიკურ წრეში. ერთი მათგანი მოთავსებულია კონდენსატორის წინ. ის გადასცემს რადიაციას ილუმინატორის წყაროდან მხოლოდ იმ ტალღის სიგრძეზე, რომელიც აღაგზნებს ან თავად ობიექტის ლუმინესცენციას (შიდა ლუმინესცენცია) ან სპეციალურ საღებავებს, რომლებიც შეყვანილია პრეპარატში და შეიწოვება მისი ნაწილაკებით (მეორადი ლუმინესცენცია). მეორე ფილტრი, რომელიც დამონტაჟებულია ლინზის შემდეგ, გადასცემს მხოლოდ ლუმინესცენტურ სინათლეს დამკვირვებლის თვალს (ან ფოტომგრძნობიარე ფენას). ფლუორესცენტური მიკროსკოპია იყენებს პრეპარატების განათებას როგორც ზემოდან (ლინზების მეშვეობით, რომელიც ამ შემთხვევაში ასევე კონდენსატორის ფუნქციას ასრულებს), ასევე ქვემოდან, ჩვეულებრივი კონდენსატორის მეშვეობით. მეთოდმა ფართო გამოყენება ჰპოვა მიკრობიოლოგიაში, ვირუსოლოგიაში, ჰისტოლოგიაში, ციტოლოგიაში, კვების მრეწველობაში, ნიადაგის კვლევაში, მიკროქიმიურ ანალიზში და ხარვეზების გამოვლენაში. აპლიკაციების ეს მრავალფეროვნება აიხსნება თვალის ძალიან მაღალი ფერის მგრძნობელობით და თვითგანათებული ობიექტის გამოსახულების მაღალი კონტრასტით მუქ, არალუმინესცენტურ ფონზე.
რეპლიკის მეთოდი
რეპლიკა მეთოდი გამოიყენება მასიური სხეულების ზედაპირის გეომეტრიული სტრუქტურის შესასწავლად. ანაბეჭდი აღებულია ასეთი სხეულის ზედაპირიდან ნახშირბადის, კოლოდიონის, ფორმვარის და ა.შ თხელი ფირის სახით, რომელიც იმეორებს ზედაპირის რელიეფს და განიხილება გადამცემ ელექტრონულ მიკროსკოპში. ჩვეულებრივ, მოცურების (ზედაპირზე მცირე) კუთხით, მძიმე მეტალის ფენა, რომელიც ძლიერად აფანტავს ელექტრონებს, იფრქვევა რეპლიკაზე ვაკუუმში, დაჩრდილავს გეომეტრიული რელიეფის გამონაზარდებს და დეპრესიებს.
დეკორაციის მეთოდი
დეკორაციის მეთოდი იკვლევს არა მხოლოდ ზედაპირების გეომეტრიულ სტრუქტურას, არამედ მიკროველებს, რომლებიც გამოწვეულია დისლოკაციების არსებობით, წერტილოვანი დეფექტების დაგროვებით, კრისტალური სახეების ზრდის ეტაპებით, დომენის სტრუქტურა და ა.შ. ამ მეთოდის მიხედვით, დეკორაციის ნაწილაკების ძალიან თხელი ფენა. (Au ატომები) ჯერ დეპონირდება ნიმუშის ზედაპირზე, Pt და ა.შ., ნახევარგამტარების ან დიელექტრიკული მოლეკულები), დეპონირდება ძირითადად იმ ადგილებში, სადაც კონცენტრირებულია მიკროველები, შემდეგ კი ამოღებულია ასლი დეკორატიულ ნაწილაკებთან ერთად.
უჯრედის ფრაქციების მისაღებად ფართოდ გამოიყენება სხვადასხვა ტიპის ცენტრიფუგაცია: დიფერენციალური ცენტრიფუგაცია, ზონალური ცენტრიფუგაცია და წონასწორული სიმკვრივის გრადიენტური ცენტრიფუგაცია. ცენტრიფუგასთან დაკავშირებული თეორიული და პრაქტიკული საკითხები სრულყოფილად არის განხილული საიკსის მიმოხილვაში.
დიფერენციალური ცენტრიფუგაცია
დიფერენციალური ცენტრიფუგაციის შემთხვევაში, ნიმუშების ცენტრიფუგირება ხდება გარკვეული დროის განმავლობაში მოცემული სიჩქარით, რის შემდეგაც ხდება სუპერნატანტის ამოღება. ეს მეთოდი სასარგებლოა ნაწილაკების განცალკევებისთვის, რომლებიც მნიშვნელოვნად განსხვავდება დანალექების სიჩქარით. მაგალითად, ცენტრიფუგირება 5-10 წუთის განმავლობაში 3000-5000 d-ზე იწვევს უცვლელი ბაქტერიული უჯრედების დალექვას, ხოლო უჯრედის ფრაგმენტების უმეტესობა რჩება სუპერნატანტში. უჯრედის კედლის ფრაგმენტები და მსხვილი მემბრანის სტრუქტურები შეიძლება დაგროვდეს ცენტრიფუგირებით 20,000-50,000 § 20 წუთის განმავლობაში, ხოლო მცირე მემბრანის ვეზიკულები და რიბოსომები საჭიროებენ ცენტრიფუგაციას 200,000 § 1 საათის განმავლობაში პელეტისთვის.
ზონალური ცენტრიფუგაცია
ზონალური ცენტრიფუგაცია ეფექტური მეთოდია სტრუქტურების განცალკევებისთვის, რომლებსაც აქვთ მსგავსი სიმკვრივე, მაგრამ განსხვავდებიან ნაწილაკების ფორმით და მასით. მაგალითები მოიცავს რიბოსომური ქვედანაყოფების, პოლისომების სხვადასხვა კლასის და სხვადასხვა ფორმის დნმ-ის მოლეკულების გამოყოფას. ცენტრიფუგაცია ტარდება ან თაიგულის როტორებში ან სპეციალურად შემუშავებულ ზონალურ როტორებში; ცენტრიფუგაციის დროს კონვექციის თავიდან ასაცილებლად, სუსტი გრადიენტი (ჩვეულებრივ, საქაროზა) იქმნება თაიგულის როტორის ჭიქაში ან ზონალურ როტორის კამერაში. ნიმუში გამოიყენება ზონის ან ვიწრო ზოლის სახით გრადიენტური სვეტის ზედა ნაწილში. უჯრედქვეშა ნაწილაკებისთვის, ჩვეულებრივ გამოიყენება საქაროზას გრადიენტი 15-დან 40%-მდე (w/v).
ლაუს მეთოდი
გამოიყენება ერთკრისტალებისთვის. ნიმუში დასხივებულია უწყვეტი სპექტრის მქონე სხივით, სხივისა და ბროლის ორმხრივი ორიენტაცია არ იცვლება. დიფრაქციული გამოსხივების კუთხური განაწილებას აქვს ინდივიდუალური დიფრაქციული ლაქების ფორმა (ლაუეგრამა).
Debye-Scherrer მეთოდი
გამოიყენება პოლიკრისტალების და მათი ნარევების შესასწავლად. ნიმუშში კრისტალების შემთხვევითი ორიენტაცია მოხვედრილ მონოქრომატულ სხივთან მიმართებაში აქცევს დიფრაქციულ სხივებს კოაქსიალური კონუსების ოჯახად, ღერძზე დაცემის სხივით. მათ გამოსახულებას ფოტოფილმზე (დებიეგრამა) აქვს კონცენტრული რგოლების ფორმა, რომელთა მდებარეობა და ინტენსივობა საშუალებას გვაძლევს ვიმსჯელოთ შესასწავლი ნივთიერების შემადგენლობაზე.
უჯრედის კულტურის მეთოდი
ზოგიერთი ქსოვილი შეიძლება დაიყოს ცალკეულ უჯრედებად ისე, რომ უჯრედები დარჩეს ცოცხალი და ხშირად შეძლონ გამრავლება. ეს ფაქტი საბოლოოდ ადასტურებს უჯრედის, როგორც ცოცხალი ერთეულის იდეას. ღრუბელი, პრიმიტიული მრავალუჯრედიანი ორგანიზმი, შეიძლება უჯრედებად დაიყოს საცერში გახეხვით. გარკვეული პერიოდის შემდეგ, ეს უჯრედები ხელახლა უერთდებიან და ქმნიან ღრუბელს. ცხოველთა ემბრიონული ქსოვილები შეიძლება დაიშალა ფერმენტების ან სხვა საშუალებების გამოყენებით, რომლებიც ასუსტებენ უჯრედებს შორის კავშირებს.
ამერიკელმა ემბრიოლოგმა რ.გარისონმა (1879-1959) პირველმა აჩვენა, რომ ემბრიონულ და ზოგიერთ მომწიფებულ უჯრედსაც კი შეუძლია სხეულის გარეთ გამრავლება და შესაფერის გარემოში. ეს ტექნიკა, რომელსაც უჯრედების კულტივირებას ეძახიან, სრულყოფილ იქნა ფრანგმა ბიოლოგმა ა.კარელმა (1873-1959 წწ.). მცენარეთა უჯრედები ასევე შეიძლება გაიზარდოს კულტურაში, მაგრამ ცხოველურ უჯრედებთან შედარებით ისინი ქმნიან უფრო დიდ გროვებს და უფრო მყარად არიან მიმაგრებული ერთმანეთზე, ამიტომ ქსოვილები წარმოიქმნება კულტურის ზრდისას, ვიდრე ცალკეული უჯრედები. უჯრედულ კულტურაში, მთლიანი ზრდასრული მცენარე, როგორიცაა სტაფილო, შეიძლება გაიზარდოს ერთი უჯრედიდან.
მიკროფიგურის მეთოდი
მიკრომანიპულატორის გამოყენებით, უჯრედის ცალკეული ნაწილები შეიძლება ამოღებულ იქნეს, დაემატოს ან შეცვალონ რაიმე გზით. დიდი ამება უჯრედი შეიძლება დაიყოს სამ ძირითად კომპონენტად - უჯრედის მემბრანა, ციტოპლაზმა და ბირთვი, შემდეგ კი ამ კომპონენტების ხელახლა შეკრება შესაძლებელია ცოცხალი უჯრედის შესაქმნელად. ამ გზით შეიძლება მიღებულ იქნას ხელოვნური უჯრედები, რომლებიც შედგება სხვადასხვა ტიპის ამებაების კომპონენტებისგან.
თუ გავითვალისწინებთ, რომ შესაძლებელია ზოგიერთი უჯრედული კომპონენტის ხელოვნურად სინთეზირება, მაშინ ხელოვნური უჯრედების აწყობის ექსპერიმენტები შეიძლება იყოს პირველი ნაბიჯი ლაბორატორიაში სიცოცხლის ახალი ფორმების შესაქმნელად. ვინაიდან თითოეული ორგანიზმი ერთი უჯრედიდან ვითარდება, ხელოვნური უჯრედების წარმოების მეთოდი პრინციპში იძლევა მოცემული ტიპის ორგანიზმების აგებას, თუ ამავდროულად გამოყენებული იქნება არსებული უჯრედებისგან ოდნავ განსხვავებული კომპონენტები. თუმცა, სინამდვილეში, ყველა უჯრედული კომპონენტის სრული სინთეზი არ არის საჭირო. უჯრედის უმეტესი, თუ არა ყველა კომპონენტის სტრუქტურა განისაზღვრება ნუკლეინის მჟავებით. ამრიგად, ახალი ორგანიზმების შექმნის პრობლემა მოდის ახალი ტიპის ნუკლეინის მჟავების სინთეზით და მათ მიერ გარკვეულ უჯრედებში ბუნებრივი ნუკლეინის მჟავებით ჩანაცვლებამდე.
უჯრედების შერწყმის მეთოდი
ხელოვნური უჯრედების სხვა სახეობა შეიძლება მიღებულ იქნეს ერთი და იგივე ან სხვადასხვა სახეობის უჯრედების შერწყმით. შერწყმის მისაღწევად, უჯრედები ექვემდებარება ვირუსულ ფერმენტებს; ამ შემთხვევაში, ორი უჯრედის გარე ზედაპირი ერთმანეთზეა მიბმული და მათ შორის მემბრანა განადგურებულია და იქმნება უჯრედი, რომელშიც ქრომოსომათა ორი ნაკრები ერთ ბირთვშია ჩასმული. შესაძლებელია სხვადასხვა ტიპის უჯრედების შერწყმა ან გაყოფის სხვადასხვა ეტაპზე. ამ მეთოდის გამოყენებით შესაძლებელი გახდა თაგვისა და ქათმის, ადამიანისა და თაგვის, ადამიანისა და გომბეშოს ჰიბრიდული უჯრედების მიღება. ასეთი უჯრედები მხოლოდ თავდაპირველად ჰიბრიდულია და მრავალი უჯრედის დაყოფის შემდეგ ისინი კარგავენ ერთი ან მეორე ტიპის ქრომოსომების უმეტეს ნაწილს. საბოლოო პროდუქტი ხდება, მაგალითად, არსებითად თაგვის უჯრედი, რომელსაც არ აქვს ან მხოლოდ კვალი აქვს ადამიანის გენი. განსაკუთრებით საინტერესოა ნორმალური და ავთვისებიანი უჯრედების შერწყმა. ზოგ შემთხვევაში ჰიბრიდები ავთვისებიანი ხდება, ზოგში კი არა, ე.ი. ორივე თვისება შეიძლება გამოვლინდეს როგორც დომინანტური და რეცესიული. ეს შედეგი არ არის მოულოდნელი, ვინაიდან ავთვისებიანი სიმსივნე შეიძლება გამოწვეული იყოს სხვადასხვა ფაქტორებით და აქვს რთული მექანიზმი.
უჯრედის მიკროსკოპის შუქი
დანართი 1
სურათი 2. კრიოტომა სურათი 3. ფაზის კონტრასტული მიკროსკოპი
სურათი 4. ინტერფერენციული მიკროსკოპი
გამოქვეყნებულია Allbest.ru-ზე
...მსგავსი დოკუმენტები
მსუბუქი და ელექტრონული მიკროსკოპების სტრუქტურისა და მუშაობის პრინციპების შესწავლა. ბნელი და ნათელი ველის ტექნიკის გათვალისწინება, ფაზის კონტრასტის მიკროსკოპია, ჩარევა და პოლარიზაცია. სასიცოცხლო ფიქსირებული უჯრედების შესწავლა. ელექტრონული მიკროსკოპის საფუძვლები.
ლექცია, დამატებულია 16.05.2014
სკანირების გვირაბის მიკროსკოპი, აპლიკაცია. ატომური ძალის მიკროსკოპის მუშაობის პრინციპი. ბიოლოგიური ობიექტების - მაკრომოლეკულების (დნმ-ის მოლეკულების ჩათვლით), ვირუსების და სხვა ბიოლოგიური სტრუქტურების შესწავლა ატომური ძალის მიკროსკოპის გამოყენებით.
კურსის სამუშაო, დამატებულია 04/28/2014
ელექტრონული მიკროსკოპის კონცეფცია, როგორც სხეულების მიკროსტრუქტურების და მათი ადგილობრივი შემადგენლობის შესწავლის მეთოდების ერთობლიობა ელექტრონული მიკროსკოპების გამოყენებით. ნიმუშის ზედაპირზე ელექტრონების ან იონების თხელი სხივის სკანირების სატელევიზიო პრინციპის შინაარსი.
პრეზენტაცია, დამატებულია 08/22/2015
პატარა ობიექტების ზომის გაზომვა. ფაზის კონტრასტის მეთოდი. ელექტრონული ოპტიკის კონცეფცია. ელექტრონული მიკროსკოპის შექმნა. ექსპერიმენტები ელექტრონის დიფრაქციაზე. უჯრედების, ვირუსების და სხვა მიკროობიექტების ზედაპირის გეომეტრიული სტრუქტურის კვლევა.
პრეზენტაცია, დამატებულია 05/12/2017
ელექტრონული მიკროსკოპული კვლევის მეთოდი. სკანირების ელექტრონული მიკროსკოპის ფიზიკური საფუძვლები. სკანირების ელექტრონული მიკროსკოპის სქემა, მისი კომპონენტების დანიშნულება და მათი ფუნქციონირება. კვლევისთვის ობიექტების მომზადება და მათთვის სპეციალური მოთხოვნები.
კურსის სამუშაო, დამატებულია 05/04/2011
ოპტიკური სპექტრის დიაპაზონი. ოპტიკური NDT მეთოდების თეორიული საფუძვლები. მსუბუქი ვიბრაციები. ოპტიკური NDT მეთოდების კლასიფიკაცია. აირების და სითხეების დისკრეტული ემისიის სპექტრი. სხვადასხვა ტემპერატურის მქონე მყარი ნივთიერებების შინაგანი გამოსხივების უწყვეტი სპექტრი.
რეზიუმე, დამატებულია 01/15/2009
კაპილარების პარამეტრების გაზომვის მეთოდების ზოგადი მახასიათებლები: ჰოლოგრაფიული ინტერფერომეტრია, ფურიეს ოპტიკა, მიკროსკოპული. განხილული მეთოდების შედარებითი ანალიზი, მათი ძირითადი დადებითი და უარყოფითი მხარეების დადგენა.
ტესტი, დამატებულია 05/20/2013
ატომური ძალის მიკროსკოპის შექმნა, მოქმედების პრინციპი, დადებითი და უარყოფითი მხარეები. ატომური ძალის მიკროსკოპის მეთოდები. ატომური ძალის მიკროსკოპის ტექნიკური შესაძლებლობები. ატომური ძალის მიკროსკოპის გამოყენება პოლიმერული ფილმების დეფორმაციების აღსაწერად.
კურსის სამუშაო, დამატებულია 14/11/2012
მიკროსკოპის ისტორია - მოწყობილობა შეუიარაღებელი თვალით უხილავი ობიექტების გადიდებული გამოსახულების მისაღებად. სინათლის მიკროსკოპის მეთოდები. მეტალოგრაფიული მიკროსკოპის მუშაობის პრინციპი და სტრუქტურა. ლითონების მიკროსკოპული გამოკვლევის მეთოდები.
რეზიუმე, დამატებულია 06/10/2009
ელექტრონული მიკროსკოპის სკანირების საფუძვლები. ლითონის დნობის ელექტრონული მიკროსკოპული გამოკვლევის მეთოდოლოგიური თავისებურებები. მიკროსკოპების მახასიათებლები, რომლებიც შექმნილია ლითონის დნობის ზედაპირული ფენების სტრუქტურის შესასწავლად.
E. ბნელი ველის მიკროსკოპია.
18. მიკროსკოპი შედგება ოპტიკური და მექანიკური ნაწილებისგან. რა არის ოპტიკური ნაწილები?
A. მილი, ოკულარი, კონდენსატორი
B. რევოლვერი, მაკრო- და მიკროხრახნიანი, სარკე
C. რევოლვერი, ოკულარი
დ. ოკულარი, კონდენსატორი, ობიექტივი
E. ტუბი, ოკულარი, რევოლვერი
19. ულტრაიისფერი სხივების სინათლის წყაროდ გამოყენებისას მიკროსკოპის გარჩევადობა იზრდება. რომელი მიკროსკოპული მოწყობილობები იყენებს ამ სინათლის წყაროს?
A. ბნელი ველი და luminescent
B. Luminescent, ულტრაიისფერი
S. მსუბუქი და ელექტრონული
D.ფაზის კონტრასტი, ულტრაიისფერი
E. პოლარიზება, ულტრაიისფერი
20. მიკროსკოპი შედგება მექანიკური და ოპტიკური ნაწილებისგან. მიკროსკოპის რომელ ნაწილებს აქვთ დიაფრაგმა?
ა ოკულარი და ობიექტური
B. ოკულარი და კონდენსატორი
C. მილი და ოკულარი
D. ობიექტივი და კონდენსატორი
E. ტუბი, ლინზა, ოკულარი
21. ექსპერიმენტში გამოყენებული იქნა ცოცხალი ობიექტები, რომლებშიც აუცილებელია მთელი რიგი ქიმიური კომპონენტების დადგენა სასიცოცხლო დაკვირვების გამოყენებით. რა მიკროსკოპული გამოკვლევის მეთოდი იქნება გამოყენებული?
ა. ფაზის კონტრასტული მიკროსკოპია
ბ. ელექტრონული მიკროსკოპია
გ. ფლუორესცენტული მიკროსკოპია
E ბნელი ველის მიკროსკოპია.
22. უჯრედების ჰისტოლოგიური გამოკვლევისთვის გამოიყენებოდა ფოსფორები. რა ტიპის მიკროსკოპია გამოყენებული ამ შემთხვევაში?
ა სინათლის მიკროსკოპია
ბ. ელექტრონული მიკროსკოპია
გ. ფლუორესცენტული მიკროსკოპია
D. პოლარიზაციის მიკროსკოპია
E. ბნელი ველის მიკროსკოპია.
23. მკვლევარს ევალება შესწავლილი ობიექტის სტრუქტურების სივრცითი გაგება. რა მიკროსკოპული ინსტრუმენტით იმუშავებს სპეციალისტი?
ა. ულტრაიისფერი მიკროსკოპია,
B. ფაზის კონტრასტული მიკროსკოპია,
გ. გადამცემი ელექტრონული მიკროსკოპია,
D. სკანირების ელექტრონული მიკროსკოპია,
E. პოლარიზაციის მიკროსკოპია
24. სინათლის წყაროდ გამოიყენება მერკური-კვარცის ნათურები. როგორია მიკროსკოპის გარჩევადობა ამ სინათლის წყაროსთან?
25. მიკროსკოპის გარჩევადობა დამოკიდებულია სინათლის წყაროს ტალღის სიგრძეზე. რა არის სინათლის მიკროსკოპის გამხსნელი ძალა?
26. ჰისტოლოგიური ნიმუშის გამოკვლევის დაწყებამდე აუცილებელია ხედვის ველის ერთგვაროვანი განათება. მიკროსკოპის რა ნაწილები გამოიყენება ამისათვის?
ა მიკრო- და მაკროვიტი
B. კონდენსატორი და სარკე
C. მილის და მილის დამჭერი
D. მილი და ოკულარი
27. მკვლევარს დაევალა ერითროციტების პლაზმალემის ულტრა მიკროსკოპული სტრუქტურის შესწავლა. რა მიკროსკოპული ინსტრუმენტი იქნება გამოყენებული?
ა.სვეტოვა
B. ფაზის კონტრასტი
C. ელექტრონული
დ. პოლარიზაცია
E. ულტრაიისფერი
28. ჩონჩხის კუნთოვანი ქსოვილის შესწავლისას აუცილებელია ქსოვილის იზო- და ანიზოტროპული სტრუქტურების დადგენა. რა ტიპის მიკროსკოპია გამოყენებული?
ა.სვეტოვა
B. ფაზის კონტრასტი
C. ელექტრონული
დ. პოლარიზაცია
E. ულტრამიკროსკოპიული
29. ფლუორესცენტური მიკროსკოპის გარჩევადობა დამოკიდებულია სინათლის წყაროს ტალღის სიგრძეზე. რის ტოლია?
A. 0.1 μm C. 0.4 μm
B. 0.2 მკმ D. 0.1 ნმ
30. კლინიკურ ლაბორატორიაში მიკროსკოპული გამოკვლევები გამოიყენება სისხლის სრული ანალიზის შესასწავლად. რა მიკროსკოპია საჭირო ამისათვის?
ა. სვეტოვი,
B. ფაზის კონტრასტი,
S. ელექტრონული,
დ. პოლარიზაცია,
E. ულტრაიისფერი.
31. კვლევისთვის წარმოდგენილია ბუნებრივი ლუმინესცენციის მქონე ცოცხალი ობიექტი. რა ტიპის მიკროსკოპია უნდა იქნას გამოყენებული ამ კვლევისთვის?
ა.სვეტოვა
B. ფაზის კონტრასტი
C. ელექტრონული
დ. პოლარიზაცია
E. ულტრაიისფერი
32. ბიოფსიის შედეგად მიღებული იქნა სიმსივნური უჯრედის მასალა. აუცილებელია მათი ულტრამიკროსკოპული სტრუქტურის შესწავლა. რა ტიპის მიკროსკოპია გამოყენებული ამ კვლევაში?
ა.სვეტოვა
B. ფაზის კონტრასტი
C. ელექტრონული
დ. პოლარიზაცია
E. ულტრაიისფერი
თემა 2: ჰისტოლოგიური ტექნიკა
მსუბუქი და ელექტრონული მიკროსკოპისთვის პრეპარატების მომზადების ძირითადი პრინციპები, მასალის აღება (ბიოფსია, ნემსით პუნქციური ბიოფსია, აუტოფსია). ფიქსაცია, გაუწყლოება, საგნების დატკეპნა, სექციების მომზადება მიკროტომებზე და ულტრამიკროტომებზე. მიკროპრეპარატების სახეები - განყოფილება, ნაცხი, ანაბეჭდი, ფილმი, თხელი განყოფილება. შეღებვა და კონტრასტული პრეპარატები. ჰისტოლოგიური საღებავების კონცეფცია.
მიკროსკოპული ტექნიკა.
ციტოლოგიური და ჰისტოლოგიური ანალიზის ძირითადი ეტაპები:
კვლევის ობიექტის შერჩევა
მისი მომზადება მიკროსკოპის ქვეშ გამოკვლევისთვის
მიკროსკოპის მეთოდების გამოყენება
შეძენილი სურათების ხარისხობრივი და რაოდენობრივი ანალიზი
ჰისტოლოგიურ ტექნოლოგიაში გამოყენებული მეთოდები:
1. სიცოცხლის ხანგრძლივობა.
2. სიკვდილის შემდეგ.
I ინტერვიტუალური მეთოდები
ინტრავიტალური კვლევის მიზანია ინფორმაციის მოპოვება უჯრედის სიცოცხლის შესახებ: მოძრაობა, გაყოფა, ზრდა, დიფერენციაცია, უჯრედების ურთიერთქმედება, სიცოცხლის ხანგრძლივობა, განადგურება, რეაქტიული ცვლილებები სხვადასხვა ფაქტორების გავლენის ქვეშ.
ცოცხალი უჯრედებისა და ქსოვილების შესწავლა შესაძლებელია სხეულის გარეთ (in vitro) ან სხეულის შიგნით (in vivo).
A. ცოცხალი უჯრედების და ქსოვილების შესწავლა კულტურაში (in vitro) –
გაშენების მეთოდი
არსებობს: ა) სუსპენზიური კულტურები (კვებით გარემოში შეჩერებული უჯრედები), ბ) ქსოვილი, გ) ორგანო, დ) ერთფენიანი.
სხეულის გარეთ ქსოვილის კულტივირების მეთოდი ყველაზე გავრცელებულია. ქსოვილის გაშენება შესაძლებელია სპეციალურ გამჭვირვალე ჰერმეტულად დახურულ კამერებში. სტერილურ პირობებში, მკვებავი საშუალების წვეთი მოთავსებულია პალატაში. საუკეთესო მკვებავი საშუალებაა სისხლის პლაზმა, რომელსაც ემატება ემბრიონის ექსტრაქტი (ემბრიონის ქსოვილების ექსტრაქტი, რომელიც შეიცავს დიდი რაოდენობით ნივთიერებებს, რომლებიც ზრდის სტიმულირებას). იქვე მოთავსებულია ორგანოს ან ქსოვილის ნაჭერი (არაუმეტეს 1 მმ3), რომელიც საჭიროებს კულტივირებას.
კულტივირებული ქსოვილი უნდა შენარჩუნდეს იმ ორგანიზმის სხეულის ტემპერატურაზე, რომლის ქსოვილი აღებულია კვლევისთვის. ვინაიდან მკვებავი საშუალება სწრაფად ხდება გამოუსადეგარი (მასში გროვდება კულტივირებული ქსოვილის მიერ გამოთავისუფლებული დაშლის პროდუქტები), საჭიროა მისი შეცვლა ყოველ 3-5 დღეში.
კულტივირების მეთოდის გამოყენებამ შესაძლებელი გახადა დიფერენციაციის, უჯრედების ავთვისებიანი გადაგვარების, უჯრედების ერთმანეთთან ურთიერთქმედების, ასევე ვირუსებთან და მიკრობებთან არაერთი ნიმუშის იდენტიფიცირება. ემბრიონის ქსოვილების გაშენებამ შესაძლებელი გახადა ძვლის, ხრტილის, კანის განვითარების შესწავლა და ა.შ.
კულტივირების მეთოდს განსაკუთრებული მნიშვნელობა აქვს ადამიანის უჯრედებსა და ქსოვილებზე ექსპერიმენტული დაკვირვებების ჩასატარებლად, კერძოდ სქესის, ავთვისებიანი გადაგვარების, მემკვიდრეობითი დაავადებების და ა.შ.
მეთოდის ნაკლოვანებები:
1. ამ მეთოდის მთავარი მინუსი არის ის, რომ ქსოვილის ან ორგანოს გამოკვლევა ხდება სხეულისგან იზოლირებულად. სხეულის ნეიროჰუმორული გავლენის განცდის გარეშე, ის კარგავს თავის თანდაყოლილ დიფერენციაციას.
2. ხშირი გადანერგვის საჭიროება (გრძელვადიანი კულტივირებით).
3. ქსოვილების იდენტური რეფრაქციული ინდექსი.
Დაკავშირებული ინფორმაცია.
პოლარიზაციის მიკროსკოპია- მორფოლოგიური კვლევის ერთ-ერთი უაღრესად ეფექტური მეთოდი, რომელსაც აქვს ბიოლოგიური სტრუქტურების იდენტიფიცირების ფართო შესაძლებლობები, რაც ხელმისაწვდომობასა და შედარებით სიმარტივესთან ერთად განსაზღვრავს მის მაღალ ღირებულებას. მეთოდი შესაძლებელს ხდის პრეპარატის არა მხოლოდ ჰისტოლოგიური სტრუქტურის, არამედ მისი ზოგიერთი ჰისტოქიმიური პარამეტრის შესწავლას. XX საუკუნის 40-50-იან წლებში. პოლარიზაციის მიკროსკოპია ითვლებოდა ულტრასტრუქტურულ მეთოდად, რადგან შესაძლებელი გახდა ქსოვილების ულტრასტრუქტურული შესაძლებლობების დანახვა.
პოლარიზაციის მიკროსკოპია შექმნილია ჰისტოლოგიური სტრუქტურების თვისებების შესასწავლად, რომლებსაც აქვთ ორმხრივი შეფერხების უნარი (ანიზოტროპია) - სინათლის სხივის გაყოფა ანისოტროპულ გარემოში გავლისას. სინათლის ტალღა ანიზოტროპულ გარემოში იშლება ორ ტალღად ელექტრომაგნიტური ტალღების რხევის ურთიერთ პერპენდიკულარული სიბრტყეებით. ამ სიბრტყეებს პოლარიზაციის სიბრტყეებს უწოდებენ. პოლარიზებული სინათლე განსხვავდება ჩვეულებრივი (არაპოლარიზებული) სინათლისგან იმით, რომ ამ უკანასკნელში სინათლის ტალღები ირხევა სხვადასხვა სიბრტყეში, ხოლო პოლარიზებულ სინათლეში მხოლოდ გარკვეულ სიბრტყეში.
პოლარიზაციის ეფექტის შესაქმნელად, პოლარიზებული მიკროსკოპი იყენებს ორ პოლაროიდს. პირველი, რომელსაც პოლარიზატორი ეწოდება, მოთავსებულია მიკროსკოპის გამნათებელსა და ჰისტოლოგიურ ნიმუშს შორის, მეორე პოლაროიდი, რომელიც მდებარეობს ჰისტოლოგიურ ნიმუშსა და მკვლევარის თვალს შორის, არის ანალიზატორი. ორივე პოლარიზატორი და ანალიზატორი ოპტიკურად ზუსტად იგივე პოლარიზებული ფილტრებია, ამიტომ მათი შეცვლა შესაძლებელია (თუ მიკროსკოპის დიზაინი ამის საშუალებას იძლევა). ადრე პოლარიზაციის მიკროსკოპისთვის იყენებდნენ ნიკოლას, არენსის ან ტომსონის პრიზმებს ისლანდიური სპარისგან. ამ პრიზმებს ჰქონდათ სინათლის გარდატეხის შეზღუდული კუთხე. ამჟამად მათ ნაცვლად გამოიყენება ბრტყელი პოლარიზებული ფილტრები, რომლებიც წარმოქმნიან ფართო ველის პოლარიზებულ შუქს.
პოლარიზებული სინათლის შექმნისას განმსაზღვრელ როლს ასრულებს პოლარიზატორისა და ანალიზატორის შედარებითი პოზიცია მიკროსკოპის ოპტიკურ ღერძთან მიმართებაში. თუ ისინი ორიენტირებულია ისე, რომ ორივემ გადასცეს პოლარიზებული სინათლე ერთ სიბრტყეში, ე.ი. როდესაც მათი პოლარიზაციის სიბრტყეები ემთხვევა, ორივე პოლარიზებულ ფილტრს შეუძლია პოლარიზებული სინათლის გადაცემა; მიკროსკოპის ხედვის ველი ნათელია (სურ. 1ა).
ბრინჯი. ადამიანის ფილტვის 1 ბრაიტფილდის ნიმუში, OlympusCX41, 10x ობიექტივი
თუ პოლარიზებული ფილტრების პოლარიზაციის სიბრტყეები ერთმანეთის პერპენდიკულარულია (ეს მიიღწევა ანალიზატორის 90°-ით როტაციით მიკროსკოპის ოპტიკური ღერძის გარშემო), მაშინ პოლარიზებული შუქი არ გადის და მკვლევარი ხედავს ბნელ ხედვას (ნახ. 2).
როდესაც პოლარიზატორი ბრუნავს 360°-ით მისი ბრუნვისას, ხედვის ველი მთლიანად ჩაბნელდება ორჯერ და მთლიანად ანათებს ორჯერ. წარსულში გამოიყენებოდა კომპენსატორული ბერნაუერის ფილტრები, რომლებიც ქმნიან მოწითალო ელფერს მუქი ხედვის ველზე ( U-TP530 ). შავი სარკის ფილტრების გამოყენებისას, ჩაბნელებული ხედვის ველი არ ჩანს მთლიანად ბნელი, არამედ სუსტად განათებული.
ნახ. 2 ადამიანის ფილტვის ნიმუში პოლარიზებულ შუქზე, 10x ობიექტივი
იმ შემთხვევებში, როდესაც პოლარიზებული ფილტრების ჯვარედინი პოზიციით (მაგ. ორთოსკოპიაში), ჰისტოლოგიურ ნიმუშში შემავალი ანიზოტროპული ნივთიერებები გვხვდება პოლარიზებული სინათლის გზაზე, ეს ნივთიერებები ყოფს პოლარიზებულ შუქს ორ სხივად სინათლის რხევის ურთიერთ პერპენდიკულარული სიბრტყით. ტალღები. სინათლის სხივები ვიბრაციის სიბრტყით, რომელიც ემთხვევა პოლარიზაციის სიბრტყეს, გადის ანალიზატორში, ხოლო სიბრტყის პერპენდიკულარული სხივები წყდება, რის შედეგადაც მკვლევარის თვალში და კამერაზე შემავალი სინათლის ნაკადის ინტენსივობა მხოლოდ ნახევარია. ორიგინალური სინათლის სხივის ინტენსივობა. აღწერილი პროცესების შედეგად, ანიზოტროპული ნივთიერებები, რომლებიც მდებარეობს ორ გადაკვეთილ პოლარიზერს შორის, ჩანს მუქი ფონზე მსუბუქი მანათობელი ობიექტების სახით. ამავდროულად, იზოტროპული სტრუქტურები, რომლებსაც არ გააჩნიათ ორმხრივი შეფერხების უნარი, ბნელი რჩება.
ეს ასევე გავლენას ახდენს არჩევანზე კამერები პოლარიზაციის მიკროსკოპისთვის. ვინაიდან ამოცანაა ბნელ ფონზე მცირე ნათელი სიგნალების გადაღება, ჩვეულებრივ, კამერა ნათელი ველის მიკროსკოპისთვის შეიძლება არ იყოს საკმარისი კამერის დაბალი მგრძნობელობისა და დიდი რაოდენობით ხმაურის გამო, რომელიც წარმოიქმნება ჩაწერის დროს. პოლარიზებული მიკროსკოპისთვის საჭიროა მიკროსკოპული კამერა მაღალი მგრძნობელობით და ზუსტი ფერის რეპროდუქციით. სასურველია გამოიყენოთ CCD მატრიცებზე დაფუძნებული კამერები (, VZ-CC50S), თუმცა, მიმდინარე ეტაპზე, ასევე შეგიძლიათ გამოიყენოთ კამერების ბიუჯეტის ვერსიები, რომლებიც დაფუძნებულია Sony IMX სერიის CMOS მატრიცებზე ().
ბიოლოგიური ქსოვილები შეიცავს ანიზოტროპული სტრუქტურების საკმარის რაოდენობას: კუნთების შეკუმშვის აპარატის ელემენტებს, ამილოიდს, შარდმჟავას, კოლაგენის წარმონაქმნებს, ზოგიერთ ლიპიდს, რიგ კრისტალებს და ა.შ.
სინათლის სხივები გაყოფილი ანიზოტროპულ ობიექტში და გადის ანალიზატორში ხასიათდება ტალღის გავრცელების არათანაბარი სიჩქარით. ამ განსხვავების სიდიდიდან გამომდინარე (მას ასევე უწოდებენ სინათლის სხივის დაყოვნების მნიშვნელობა) და ანალიზატორში სინათლის შთანთქმის განსხვავებების გამო, ანიზოტროპული ობიექტების სიკაშკაშე შეიძლება იყოს თეთრი ან ფერადი. ამ უკანასკნელ შემთხვევაში ჩვენ ვსაუბრობთ დიქროიზმის ფენომენზე ( ორმაგი შეწოვაᲛᲔ). პოლარიზებულ ველში შესწავლისას, ფერადი ეფექტები წარმოიქმნება, მაგალითად, მრავალი კრისტალით.
ორმხრივი შეკუმშვის პროცესი შეიძლება გაძლიერდეს გარკვეული საღებავების გამოყენებით, რომელთა მოლეკულებს აქვთ ანიზოტროპულ სტრუქტურებზე ორიენტირებული დეპონირების უნარი. ჰისტოქიმიურ რეაქციებს, რომლებიც იწვევს ანიზოტროპიულ ეფექტს, ეწოდება ტოპოოპტიკური რეაქციები (G. Romhanyi). ასეთი რეაქციების ორი ტიპი არსებობს - დანამატი და ინვერსიული. დანამატის რეაქციების დროს იზრდება სინათლის სხივის დაყოვნება, რასაც პოზიტიური ანიზოტროპია ეწოდება, ინვერსიული რეაქციების დროს მცირდება - უარყოფითი ანისოტროპია.
აპარატურა და აღჭურვილობა
პოლარიზაციის მიკროსკოპია ხორციელდება სპეციალური პოლარიზებული მიკროსკოპის გამოყენებით. მაგალითად, შეგვიძლია დავასახელოთ იმპორტირებული მიკროსკოპები. თანამედროვე ოპტიკური მიკროსკოპების უმეტესობა აღჭურვილია პოლარიზაციის მიკროსკოპის აქსესუარებით.
ნებისმიერი ლაბორატორიული ან კვლევის ხარისხის სინათლის მიკროსკოპი შეიძლება გამოყენებულ იქნას პოლარიზაციის მიკროსკოპისთვის. საკმარისია გქონდეთ ორი პოლარიზებული ფილტრი, რომელთაგან ერთი, რომელიც მოქმედებს როგორც პოლარიზატორი, მოთავსებულია სინათლის წყაროსა და ნიმუშს შორის, ხოლო მეორე, რომელიც ასრულებს ანალიზატორის როლს, მოთავსებულია ნიმუშსა და მკვლევარის თვალს შორის. პოლარიზატორი შეიძლება ჩაშენდეს კონდენსატორში ან მოთავსდეს მის ქვეშ, საველე დიაფრაგმის ზემოთ, ხოლო ანალიზატორი შეიძლება განთავსდეს რევოლვერის ჭრილში ან შუალედურ ჩანართში.
ნახ. სურათი 3 გვიჩვენებს პოლარიზებული მიკროსკოპის სქემატურ დიაგრამას. ყველა მსუბუქი მიკროსკოპისთვის საერთო კომპონენტების გარდა, პოლარიზებულ მიკროსკოპს აქვს ორი პოლარიზებული ფილტრი (პოლარიზატორი, რომელიც ჩვეულებრივ მდებარეობს კონდენსატორის ქვეშ და ანალიზატორი, რომელიც მდებარეობს ოკულარში), ასევე კომპენსატორი. ანალიზატორი უნდა ბრუნავდეს და ბრუნვის ხარისხის დასადგენად საჭიროა შესაბამისი გრადუირებული მასშტაბი.
პოლარიზებული მიკროსკოპი იყენებს განათების წყაროს, რომელიც უზრუნველყოფს სინათლის სხივის მაღალ სიმკვრივეს. ასეთ წყაროდ რეკომენდებულია 100 ვტ ნათურის გამოყენება 12 ვ ძაბვის დროს. ზოგიერთი ტიპის კვლევისთვის საჭიროა მონოქრომატული განათება. ამ მიზნით გამოიყენება ლითონის ჩარევის ფილტრი, რომელიც საუკეთესოდ არის განთავსებული სარკის ზემოთ. სინათლის გამფანტველი ყინვაგამძლე მინა თავსდება პოლარიზატორის წინ, ე.ი. მასა და სინათლის წყაროს შორის, მაგრამ არავითარ შემთხვევაში პოლარიზატორის შემდეგ, რადგან ეს არღვევს პოლარიზებული ფილტრის ფუნქციას.
წარსულში აქრომატული ობიექტებს შიდა დაძაბულობის გარეშე იყენებდნენ პოლარიზაციის მიკროსკოპისთვის, მაგრამ ახლა ეს იშვიათია. დღეს პოლარიზებულ მიკროსკოპებში გამოიყენება მხოლოდ გეგმური აქრომატული მიზნები, რომლებსაც არ აქვთ შიდა დაძაბულობა. აპოქრომატული ლინზების გამოყენება შესაძლებელია მხოლოდ იმ შემთხვევებში, როდესაც მიკროფოტოგრაფიის დროს საჭიროა ფერის ნორმალური გადმოცემა.
პოლარიზებული მიკროსკოპები აღჭურვილია მბრუნავი საფეხურით, რომლის პოზიციის შეცვლა შესაძლებელია ოპტიკურ ღერძთან მიმართებაში. მაგიდის ბრუნვის კუთხე იზომება მისი წრეწირის გასწვრივ მონიშნული ხარისხობრივი შკალის გამოყენებით. პოლარიზაციის მიკროსკოპის ეფექტური გამოყენების ერთ-ერთი წინაპირობაა მბრუნავი საფეხურის ფრთხილად გასწორება ცენტრის ხრახნების გამოყენებით.
პოლარიზებული მიკროსკოპის მნიშვნელოვანი ელემენტია კომპენსატორი, რომელიც მოთავსებულია ობიექტსა და ანალიზატორს შორის, ჩვეულებრივ, მიკროსკოპის მილში. კომპენსატორი არის ფირფიტა, რომელიც დამზადებულია სპეციალური ტიპის თაბაშირის, კვარცის ან მიკასგან. ეს საშუალებას გაძლევთ გაზომოთ განსხვავება გაყოფილი სინათლის სხივების გზაზე, გამოხატული ნანომეტრებში. კომპენსატორის ფუნქციონირება უზრუნველყოფილია მისი უნარით შეცვალოს განსხვავება სინათლის სხივების გზაზე, ნულამდე შემცირებით ან მაქსიმუმამდე გაზრდით. ეს მიიღწევა კომპენსატორის ბრუნვით ოპტიკური ღერძის გარშემო.
მიკროსკოპის ტექნიკა პოლარიზებულ სინათლეში
უფრო მოსახერხებელია პოლარიზაციის მიკროსკოპიის ჩატარება ჩაბნელებულ ოთახში, რადგან მკვლევარის თვალში შემავალი სინათლის ნაკადის ინტენსივობა ორიგინალთან შედარებით 2-ჯერ მცირდება. მიკროსკოპის ილუმინატორის ჩართვის შემდეგ, ჯერ მიაღწიეთ ხედვის ველის მაქსიმალურად კაშკაშა განათებას პოლარიზატორის ან ანალიზატორის როტაციით. პოლარიზაციის ფილტრების ეს პოზიცია შეესაბამება მათი პოლარიზაციის სიბრტყეების დამთხვევას. პრეპარატი მოთავსებულია სცენაზე და ჯერ ნათელ მინდორში შეისწავლება. შემდეგ პოლარიზატორის (ან ანალიზატორის) როტაციით ხედვის არე მაქსიმალურად ბნელდება; ფილტრის ეს პოზიცია შეესაბამება პოლარიზაციის სიბრტყეების პერპენდიკულარულ განლაგებას. ანიზოტროპიის ეფექტის გამოსავლენად აუცილებელია ანისოტროპული ობიექტის პოლარიზაციის სიბრტყის შერწყმა პოლარიზებული სინათლის სიბრტყესთან. ემპირიულად, ეს მიიღწევა ობიექტის ეტაპის ოპტიკური ღერძის გარშემო ბრუნვით. თუ პოლარიზაციის მიკროსკოპისთვის გამოიყენება მსუბუქი მიკროსკოპი, რომელიც არ არის აღჭურვილი მბრუნავი საფეხურით, მაშინ ჰისტოლოგიური ნიმუში უნდა შემობრუნდეს ხელით. ეს მისაღებია, მაგრამ ამ შემთხვევაში შეუძლებელია გარკვეული ტიპის პოლარიზაციის მიკროსკოპიის ჩატარება, რომლებიც საჭიროებენ რაოდენობრივ შეფასებას (ორმხრივი შეფერხების ნიშნის განსაზღვრა, სინათლის სხივების გზის სხვაობის სიდიდე).
თუ სატესტო ნიმუშში ანიზოტროპული ობიექტები განლაგებულია მოწესრიგებულად (მაგალითად, განივზოლიანი კუნთების ბოჭკოების ანისოტროპული დისკები), მოსახერხებელია მათი შესწავლა სტადიის ფიქსირებულ მდგომარეობაში, რომელშიც ეს ობიექტები იძლევა მაქსიმალურ ნათებას ბნელ ფონზე. . თუ ანისოტროპული სტრუქტურები განლაგებულია ქაოტურად მომზადებაში (მაგალითად, კრისტალები), მაშინ მათი შესწავლისას თქვენ მუდმივად უნდა მოატრიალოთ სცენა, რათა მიაღწიოთ ობიექტების ამა თუ იმ ჯგუფის ბზინვარებას.
ტოპოოპტიკური რეაქციების უფრო სიღრმისეული ანალიზისა და შეფასების ჩასატარებლად საჭიროა ვიცოდეთ ორმხრივი შეფარდებითი ნიშნის განსაზღვრის მეთოდოლოგია, სხივების ბილიკების სხვაობის სიდიდე და ინდექსი (კოეფიციენტი) რეფრაქცია.
ორმხრივი შეფერხების ნიშანი ახასიათებს ანალიზატორში გამავალი სინათლის სხივების გზის გადაადგილების ხარისხს და მიმართულებას. ეს ცვლა გამოწვეულია ტოპოოპტიკური საღებავებით და თუ ის მიმართულია სხივების ბილიკების სხვაობის შემცირებისკენ, ისინი საუბრობენ ორმხრივი შეფერხების უარყოფით ნიშანზე ( უარყოფითი ანიზოტროპია), თუ ეს ხელს უწყობს სხივების გზის სხვაობის გაზრდას, მაშინ მითითებულია ორმხრივი შეფერხების დადებითი ნიშანი ( დადებითი ანიზოტროპია). თუ სხივების გზაზე განსხვავება გაქრება, მაშინ ანიზოტროპიული ეფექტი გათანაბრდება.
ორმხრივი შეფერხების ნიშანი განისაზღვრება კომპენსატორის გამოყენებით. მისი გამოყენების პროცედურა შემდეგია. შესწავლილი ობიექტი მოთავსებულია ისეთ მდგომარეობაში, სადაც ანიზოტროპული სტრუქტურების მაქსიმალური ლუმინესცენცია მიიღწევა ბნელ ხედვის ველში. RI კომპენსატორის ფირფიტა ბრუნავს ოპტიკური ღერძის გარშემო +45° კუთხით ანალიზატორის პოლარიზაციის სიბრტყის მიმართ. ობიექტი, სინათლის სხივების გზის სხვაობიდან გამომდინარე, რომელიც შეიძლება იყოს 20-დან 200 ნმ-მდე, იძენს ლურჯ ან ყვითელ ფერს. პირველ შემთხვევაში ორმხრივი შეფერხების ნიშანი დადებითია, მეორეში - უარყოფითი. გასათვალისწინებელია, რომ იმ შემთხვევაში, როდესაც კომპენსატორი მდებარეობს +45° კუთხით, ჩაბნელებული ხედვის ველის საერთო ფონს აქვს წითელი ელფერი.
ასევე შეიძლება გამოყენებულ იქნას λ/4 კომპენსატორი (U-TP137). მისი გამოყენების პროცედურა იგივეა, მხოლოდ ხედვის ველს აქვს ნაცრისფერი ელფერი და არა წითელი, ხოლო ობიექტი ანათებს გარდატეხის დადებითი ნიშნით და ჩაბნელებულია უარყოფითი ნიშნით.
სინათლის სხივების გზის სხვაობის რაოდენობრივი განსაზღვრა, ნანომეტრებში გამოხატული, ხორციელდება Braque Köhler-ის კომპენსატორის გამოყენებით. ამისათვის გამოიყენეთ ფორმულა:
Γ=Γλ×sinφ
სადაც λ არის მწარმოებლის მიერ კომპენსატორზე მონიშნული მუდმივი, φ არის კომპენსატორის ბრუნვის კუთხე ანალიზატორის პოლარიზაციის სიბრტყესთან მიმართებაში.
ანისოტროპული ობიექტის გარდატეხის ინდექსი განისაზღვრება მისი (მიკროსკოპის ქვეშ) გვერდით მოთავსებულ საცდელ ობიექტთან შედარებით. სტანდარტული სითხეები ცნობილი რეფრაქციული ინდექსით გამოიყენება ტესტის ობიექტებად. ობიექტი და ნიმუში სცენაზე გვერდიგვერდ არის განთავსებული. როდესაც მათი რეფრაქციული ინდექსები არ ემთხვევა, ობიექტსა და ნიმუშს შორის ჩანს სინათლის ხაზი სახელად ბეკის ხაზი. მიკროსკოპის მილის აწევა ფოკუსირებულ პოზიციასთან შედარებით იწვევს ბეკის ხაზის გადანაცვლებას საშუალოზე, რაც იძლევა რეფრაქციის უფრო გამოხატულ ეფექტს. როდესაც ობიექტისა და ნიმუშის რეფრაქციული ინდექსები ერთმანეთს ემთხვევა, ბეკის ხაზი ქრება. როგორც წესი, რეფრაქციული ინდექსი განისაზღვრება მონოქრომატულ შუქზე სპექტრის ნატრიუმის ხაზისთვის (589 ნმ ტალღის სიგრძეზე და 20 ° C ტემპერატურაზე). გარდატეხა უნდა განისაზღვროს პოლარიზაციის ორი ურთიერთ პერპენდიკულარული სიბრტყისთვის. ამ მიზნით, ანალიზატორი ამოღებულია და ობიექტის რეფრაქცია აღირიცხება მის ორ ორმხრივ პერპენდიკულარულ მდგომარეობაში. განსხვავება ორივე რეფრაქციულ მაჩვენებელს შორის (ng - nk) ახასიათებს გარდატეხის სიძლიერეს.
მასალების დამუშავებისა და პრეპარატების მომზადების თავისებურებები
მჟავე ფორმალინში პოლარიზაციის მიკროსკოპისთვის დასამაგრებელი მასალა არასასურველია, რადგან ქსოვილის ჰემოგლობინის მჟავე ფორმალდეჰიდთან ურთიერთქმედების შედეგად წარმოქმნილ ფორმალინის პიგმენტს აქვს ანიზოტროპული თვისებები და ართულებს პრეპარატების შესწავლას პოლარიზებულ შუქზე. გ.შეუნერი და ჯ.
10% ნეიტრალურ ფორმალინში ფიქსაციის ხანგრძლივობაა 24 - 72 საათი 4 °C ტემპერატურაზე, ბეიკერის კალციუმ-ფორმოლის ხსნარში - 16 - 24 საათი 4 °C ტემპერატურაზე. კალციუმ-ფორმოლში ფიქსაცია განსაკუთრებით სასურველია ლიპიდურ-ცილოვანი ნაერთების შესწავლისას. Carnoy-ის სითხე სწრაფად აჯერებს ქსოვილებს. 1 - 2 მმ სისქის ნაჭრების პროფილირება შესაძლებელია მხოლოდ 1 საათის შემდეგ 4 °C ტემპერატურაზე. კარნოის სითხეში ფიქსაცია არ არის შესაფერისი ლიპიდური კვლევებისთვის. გარდა ამისა, გამოიყენება ზენკერის სითხე, განსაკუთრებით ოქროსა და ვერცხლის მარილებით გაჟღენთილი. ზენკერის სითხისა და ძმარმჟავას ნარევით დამუშავების შემდეგ, სისხლის წითელი უჯრედები იძენენ ორმხრივი შეფერხების უნარს.
მკვრივი ქსოვილების (ძვლების, კბილების) პოლარიზებულ მიკროსკოპში გამოკვლევისას, გარდა მჟავა დეკალციფიკაციისა, საჭიროა დამატებითი დამუშავება კოლაგენური ბოჭკოების მოსაშორებლად. ამ მიზნით, ასეთი ქსოვილების მონაკვეთებს ადუღებენ რამდენიმე წუთის განმავლობაში გლიცერინისა და კალიუმის ჰიდროქსიდის ნარევში (10 მლ გლიცერინი და 2 მარცვალი კალიუმის ჰიდროქსიდი) სრულ გათეთრებამდე, შემდეგ ტუტე საგულდაგულოდ გაჟღენთილია, განყოფილება გარეცხილია წყალში. და პინცეტით გადაიტანეს მიკროსკოპის სტადიაზე.
პოლარიზაციის მიკროსკოპისთვის გამოიყენება პარაფინის, გაყინული და კრიოსტატის სექციები. პოლარიზებული შუქის ქვეშ შესამოწმებლად გაუფერულებული გაყინული მონაკვეთები ჩაშენებულია გლიცეროლში. დაუფიქსირებელი კრიოსტატის სექციები შესაფერისია პოლარიზაციის მიკროსკოპული ანალიზისთვის მომზადებისთანავე. სხვადასხვა გარემო ფაქტორების მავნე ზემოქმედების მიმართ მაღალი მგრძნობელობის გამო, ამ მონაკვეთების დამაგრება კვლავ რეკომენდებულია 10% ნეიტრალურ ფორმალდეჰიდის ან კალციუმ-ფორმოლის ხსნარში.
პოლარიზაციის მიკროსკოპიის შედეგებზე გავლენას ახდენს ჰისტოლოგიური მონაკვეთების სისქე. სქელი მონაკვეთების შესწავლისას იქმნება პირობები სხვადასხვა ანიზოტროპული სტრუქტურების ერთმანეთზე გადანაწილებისთვის. გარდა ამისა, ნაჭრის სხვადასხვა სისქის შემთხვევაში, შესასწავლი სტრუქტურების ანიზოტროპული თვისებები შეიძლება შეიცვალოს, ამიტომ ძალზე მნიშვნელოვანია, განსაკუთრებით შედარებითი კვლევების დროს, ნაჭრის მუდმივი სისქის უზრუნველყოფა. რეკომენდებული მაქსიმალური მონაკვეთის სისქე არ უნდა აღემატებოდეს 10 μm.
კიდევ ერთი სავალდებულო პირობაა სექციების ფრთხილად დევექსაცია, ვინაიდან მოუხსნელი პარაფინის ნარჩენები იძლევა გამოხატულ ანიზოტროპიულ ეფექტს, რაც ართულებს კვლევას. პარაფინი განსაკუთრებით დიდხანს რჩება სისხლის წითელ უჯრედებზე და უჯრედების ბირთვებზე. იმისათვის, რომ მთლიანად ამოიღოთ პარაფინი სექციებიდან, რეკომენდებულია შემდეგი დამუშავების ჩატარება.
- ქსილენი 30 წთ
- ალკოჰოლი 100% 5 წთ
- მეთანოლისა და ქლოროფორმის ნარევი (1:1) 50 °C-ზე 24 საათის განმავლობაში
- ალკოჰოლი 100% 5 წთ
- ალკოჰოლი 70% 10 წთ წყალი
ასევე უნდა გვახსოვდეს, რომ სექციები, რომლებიც ექვემდებარება პოლარიზაციის მიკროსკოპს, არ უნდა შედიოდეს ფენოლებთან (მაგალითად, ისინი არ უნდა გაიწმინდოს კარბოლურ ქსილენში).
უფრო დეტალური ინფორმაცია პოლარიზაციის მიკროსკოპისა და კომპენსატორების გამოყენების შესახებ შეგიძლიათ მიიღოთ ბმულიდან (http://www.olympusmicro.com/primer/techniques/polarized/polarizedhome.html).
თუ თქვენ გაქვთ რაიმე შეკითხვა პოლარიზაციის მიკროსკოპის შესახებ, გთხოვთ, დაუკავშირდეთ მიკროსკოპიის სკოლას.
მიკროსკოპის სხვადასხვა მოწყობილობებიდან, პოლარიზებული მიკროსკოპები ტექნიკურად ყველაზე რთულია. მოწყობილობის დიზაინზე დამზადების თვალსაზრისით ასეთი ყურადღება განპირობებულია უმაღლესი ხარისხის გამოსახულების მიღების აუცილებლობით, რომლებზეც პირდაპირ გავლენას ახდენს მიკროსკოპის ოპტიკური და განათების ნაწილების დიზაინი. მიკროსკოპისთვის პოლარიზებული მოწყობილობების გამოყენების ძირითადი სფეროა მინერალების, კრისტალების, შლაკების, ანიზოტროპული ობიექტების, ტექსტილისა და ცეცხლგამძლე პროდუქტების, აგრეთვე სხვა მასალების შესწავლა, რომლებიც ხასიათდება ორმხრივი შეფერხებით. ეს უკანასკნელი პრინციპი გამოიყენება გამოსახულების შესაქმნელად მიკროსკოპის მოწყობილობებში, რომლებშიც შესასწავლი ნიმუში დასხივებულია პოლარიზებული სხივებით. ამ შემთხვევაში ნიმუშების ანიზოტროპული თვისებები ჩნდება სხივის მიმართულების შეცვლის შემდეგ. ამ მიზნებისათვის, პოლარიზებული მიკროსკოპების დიზაინი მოიცავს საველე ფილტრებს, რომლებიც ბრუნავენ სხვადასხვა სიბრტყეში ერთმანეთთან შედარებით: ანალიზატორი ბრუნავს 180 გრადუსით, ხოლო პოლარიზატორი ბრუნავს 360. პოლარიზებულ შუქზე მიკროსკოპის მოწყობილობების მთავარი მახასიათებელია ორთოსკოპიული და ორთოსკოპული გატარების უნარი. კონოსკოპიული კვლევები, რომლებიც მიუწვდომელია სხვა ტიპის მიკროსკოპების უმეტესობაში.
პოლარიზებული მიკროსკოპის ქვეშ ნიმუშის შესწავლა იწყება პოლარიზატორის დაყენებით მიკროსკოპის განათების ნაწილში კონდენსატორის ქვეშ, დიაფრაგმის დიაფრაგმის გვერდით. ამ შემთხვევაში, ანალიზატორი მდებარეობს ოკულარსა და ლინზას შორის - ამ უკანასკნელის უკან სინათლის სხივების ბილიკის გასწვრივ. მიკროსკოპისთვის ასეთი მოწყობილობის სწორად დაყენებით, ფილტრის ველების გადაკვეთის შემდეგ, ხილული ველი ერთნაირად ბნელდება, რაც წარმოქმნის ე.წ. მოწყობილობის პარამეტრების დასრულების შემდეგ შესასწავლი ნიმუში ფიქსირდება სცენაზე და შეისწავლება. პოლარიზებული მიკროსკოპების ცხრილები ორიენტირებულია ოპტიკურ ღერძთან მიმართებაში და შეიძლება ბრუნავდეს 360 გრადუსით, ხოლო ლაბორატორიული და კვლევის მსგავს მოწყობილობებში მათ ასევე აქვთ ვერნიერი. პოლარიზებული მიკროსკოპების ოპტიკა და განათების სისტემა არის უმაღლესი ხარისხის და წარმოების ისეთი სიზუსტით, რაც საშუალებას გაძლევთ მიიღოთ მაქსიმალურად ნათელი გამოსახულება დამახინჯების გარეშე. ხშირად, პოლარიზებულ შუქზე ნიმუშების შესასწავლი მოწყობილობების ნაკრები მოიცავს კომპენსატორს და ბერტრანდის ლინზას. პირველი შესაძლებელს ხდის მინერალების სტრუქტურის ეფექტურად შესწავლას, ხოლო ობიექტივი საშუალებას გაძლევთ გააფართოვოთ და ფოკუსირება მოახდინოთ დაკვირვების ზონაში, როდესაც გამოსახულების ცვლილებები ხდება სცენის ბრუნვის შემდეგ. დღეს ბაზარზე არსებობს მიკროსკოპისთვის ასეთი მოწყობილობების სამი ძირითადი ტიპი - უკვე აღნიშნული კვლევითი და ლაბორატორიული მიკროსკოპი, ასევე მოქმედი პოლარიზებული მიკროსკოპი.